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Sep
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https://mcjournal.editorialdoso.com
ISSN:
3073
-
1356
91
Arti
culo
Aislamiento y caracterización de bacterias promotoras de crecimiento
vegetal asociadas a la rizosfera de
Megathyrsus maximus
Isolation and Characterization of Plant Growth
-
Promoting Bacteria
Associated with the Rhizosphere of
Megathyrsus maximus
Juan Pablo Avellaneda Vázquez
1
,
Karina Gabriela Martinez Lara
2
,
Karelys Edith Hidalgo Mendoza
3
,
Ketty Vanessa Arellano Ibarra
4
*
y
Carmen Mercedes Ruis Torres
5
1
Universidad
Técnica Estatal de Quevedo
, Facultad de
Posgrado
,
Quevedo
,
Ecuador 091307
;
https://orcid.org/0000
-
0001
-
9736
-
3294
,
juan.avellaneda2017
@u
teq
.edu.ec
2
Universidad
Técnica Estatal de Quevedo, Facultad de Posgrado, Quevedo,
Ecuador 091307
;
https://orcid.org/0009
-
0001
-
6750
-
0750
,
karina.martinez2016@uteq.edu.ec
3
Universidad Técnica Estatal de Quevedo, Facultad de
Posgrado, Quevedo,
Ecuador 091307;
https://orcid.org/0009
-
0006
-
9786
-
3380
,
karelys.hidalgo2017@uteq.edu.ec
4
Universidad
Técnica Estatal de Quevedo, Facultad de Posgrado, Quevedo,
Ecuador 091307
;
https://orcid.org/0000
-
0001
-
7168
-
7485
5
Universidad
Técnica Estatal de Quevedo, Facultad de Posgrado, Quevedo,
Ecuador 091307
;
https://orcid.org/0009
-
0006
-
7300
-
9243
,
c
armen.ruis2016
@u
teq
.edu.ec
.
*
C
orrespondenc
e
:
ketty.arellano@iniap.gob.ec
https://doi.org/10.70881/mcj/v4/n3/170
Resumen:
Megathyrsus
maximus
(pasto saboya) se destaca como una
fuente importante de alimento para el ganado cuyo rendimiento se ha visto
afectado por el uso excesivo de fertilizantes químicos. El objetivo de este
estudio fue aislar y caracterizar bacterias con capacidad para
promover el
crecimiento vegetal. Para ello se recolectaron muestras de la rizosfera de M.
maximus, las cuales fueron procesadas para el aislamiento bacteriano.
Posteriormente se realizó una caracterización microbiológica, bioquímica y
molecular. Se evaluar
on atributos promotores del crecimiento vegetal
mediante pruebas de ureasa, solubilización de fósforo, actividad catalasa,
actividad amilásica y producción de ácido indolacético. Además, se
realizaron ensayos in vitro para evaluar la germinación de semilla
s, la
longitud radicular, la longitud de las hojas, la longitud del tallo y el peso fresco
de las plantas. Los resultados evidenciaron que fue posible aislar e identificar
bacterias asociadas a la rizosfera del pasto saboya con capacidad para
promover el c
recimiento vegetal, independientemente de la zona de origen,
lo que evidenció una marcada heterogeneidad genética. Las cepas con mejor
desempeño fueron identificadas molecularmente como
Azospirillum
lipoferum, Rhizobium etli, Klebsiella oxytoca
y
Serratia
marcescens
. Estos
hallazgos demuestran el potencial de estas bacterias como biofertilizantes
para mejorar el establecimiento, crecimiento y productividad de
M. maximus
,
constituyendo una alternativa sostenible para reducir la dependencia de
fertilizantes q
uímicos y contribuir al desarrollo de sistemas ganaderos más
eficientes y ambientalmente responsables en condiciones de producción
tropical.
Palabras clave:
biofertilizante; microorganismos; inoculación; biotecnología;
forraje.
Cita
:
Avellaneda Vázquez, J. P.,
Martinez Lara, K. G., Hidalgo
Mendoza, K. E., Arellano Ibarra,
K. V., &
Ruis Torres, C. M. (2026).
Aislamiento y caracterización de
bacterias promotoras de
crecimiento vegetal asociadas a la
rizosfera de
Megathyrsus
maximus
.
Multidisciplinary
Collaborative Journal
,
4
(3), 91
-
110.
https://doi.org/10.70881/mcj/
v4/n3/170
.
Recibido:
07
/
06
/2026
Revisado:
15
/
07
/2026
Aceptado:
20
/
07
/2026
Publicado:
2
4
/
07
/2026
Copyright:
© 202
6
por los
autores. Este artículo es un
artículo de acceso abierto
distribuido bajo los términos y
condiciones de la
Licencia
Creative Commons, Atribución
-
NoComercial 4.0 Internacional.
(
CC
BY
-
NC
)
.
(
https://creativecommons.org/lice
nses/by
-
nc/4.0/
)
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92
Abstract:
Megathyrsus
maximus
(Guinea grass) is an important forage
species for livestock production, whose productivity has been adversely
affected by the excessive use of chemical fertilizers. The objective of this
study was to isolate and characterize plant growth
-
promoting
bacteria
(PGPB) associated with the rhizosphere of M. maximus. Rhizosphere
samples were collected and processed for bacterial isolation, followed by
microbiological, biochemical, and molecular characterization. Plant growth
-
promoting traits were assessed
through urease activity, phosphate
solubilization, catalase activity, amylolytic activity, and indole
-
3
-
acetic acid
(IAA) production. In addition, in vitro assays were conducted to evaluate seed
germination, root length, leaf length, stem length, and fresh
plant weight. The
results demonstrated the successful isolation and identification of
rhizosphere
-
associated bacteria with plant growth
-
promoting potential,
regardless of their geographic origin, revealing considerable genetic diversity
among the isolates
. The best
-
performing strains were molecularly identified
as
Azospirillum lipoferum, Rhizobium etli, Klebsiella oxytoca,
and
Serratia
marcescens
. These findings highlight the potential of these bacterial species
as biofertilizers to enhance the establishme
nt, growth, and productivity
of M.
maximus
, providing a sustainable alternative to reduce dependence on
chemical fertilizers and supporting the development of more efficient and
environmentally responsible livestock production systems under tropical
condit
ions.
Keywords:
biofertilizer; microorganisms; inoculation; biotechnology; forage.
1.
INTRODUC
CION
Megathyrsus maximus
(pasto de saboya), anteriormente conocido como
Panicum
maximus
, es un pasto subtropical y se considera una de las mejores
especies forrajeras
de los países tropicales. Esta planta es más adecuada para ser utilizada como pasto,
para corte, acarreo y para producir heno y ensilaje (Udumann et al. 2023).
M. maximus
es originaria de África y la Península Arábiga, pero está natural
izada en todos los
trópicos. Esta especie ahora está presente en China, Australia, Nueva Zelanda, el
sudeste asiático, India, América del Sur, el Caribe, las islas del Pacífico, Japón, Medio
Oriente, México y el sur de Estados Unidos (Rhodes et al. 2021).
En nuestro país,
M. maximus
es uno de los principales pastos, ocupando una extensión
considerable de 1.147.091 hectáreas. Su relevancia en la ganadería tropical se debe a
su capacidad para adaptarse a diversas condiciones ambientales y su notable
productiv
idad (Gómez Villalva et al. 2021).
Sin embargo,
M. maximus
requiere suelos con buena fertilidad, especialmente en
relación al nitrógeno. Esta alta demanda impacta negativamente en su cultivo ya que, al
mismo tiempo que buscan aumentar la productividad, los productores enfrentan
desafíos para lograr una producción
sostenible y menos dependiente de insumos
químicos (Bounaffaa et al. 2018). La práctica de la fertilización con nitrógeno aumenta
considerablemente el costo de producción de pastos ya que su síntesis requiere fuentes
de combustibles fósiles y la mayor par
te del insumo actualmente es importado (Canto
et al. 2016) mencionando también el riesgo existente de contaminación de suelos y
aguas por la adición de estos nitratos (Pedreira et al. 2017).
Bajo este contexto, tenemos a los inoculantes microbianos como un
a alternativa ya que
son organismos que se introducen en el medio ambiente para el control biológico y la
promoción del crecimiento de plantas, abarcando bacterias, hongos y otros
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microorganismos (Kaminsky et al. 2019). Los biofertilizantes, que pueden con
tener
microorganismos vivos o inactivos, desempeñan un papel crucial al fijar el nitrógeno
atmosférico, movilizar nutrientes del suelo y liberar compuestos que estimulan el
crecimiento vegetal (Kour et al. 2020).
Las bacterias promotoras del crecimiento ve
getal son microorganismos del suelo que
habitan en la zona cercana a las raíces, llamada rizosfera. A través de la emisión de
distintas moléculas reguladoras, contribuyen activamente al estímulo del crecimiento y
desarrollo de las plantas. Se pueden encont
rar asociados a las raíces, a las hojas o
dentro de la planta (Vocciante et al. 2022). El uso de fertilizantes puede sustituirse por
bacterias promotoras de crecimiento vegetal ya que la mayoría de estas no sólo
colonizan de manera rápida la rizosfera, sin
o que mejoran la capacidad de absorción de
nutrientes de las plantas siendo así, una alternativa viable para mejorar la productividad
agrícola sin depender en exceso de fertilizantes químicos (Mehmood et al. 2018).
Algunos autores han demostrado la eficaci
a del uso de bacterias promotoras de
crecimiento vegetal en diversos tipos de pasto tal como la
Urochloa
spp.,
Brachypodium
distachyon
y
Pennisetum purpureum
(Hungria et al. 2021, do Amaral et al. 2016,
Sumranwanich et al. 2022).
El presente estudio tiene
como objetivo principal explorar la diversidad bacteriana
asociada a la rizosfera del pasto saboya, aislando y caracterizando las cepas
bacterianas con potencial como promotoras del crecimiento vegetal. Para ello, se
emplearán técnicas de aislamiento, ide
ntificación molecular y ensayos
in vitro
. Los
resultados de esta investigación proporcionarán información valiosa para el desarrollo
de estrategias de manejo agronómico que promuevan la productividad y la sostenibilidad
de los sistemas de producción ganade
ra basados en el pasto saboya.
2.
METODOLOGÍA
2.1. Lugar de la investigación y recolección de muestras
La investigación se desarrolló en los laboratorios de Biotecnología de la Universidad
Técnica Estatal de Quevedo, ubicados en el campus universitario La
María, km 7 de la
vía Quevedo
–
El Empalme, Ecuador.
Las muestras de suelo rizosférico asociado a
Megathyrsus maximus
se recolectaron en
cuatro localidades: Estación Experimental Tropical Pichilingue del Instituto Nacional de
Investigaciones Agropecuarias
—
INIAP
—
, campus La María, Guasaganda y La Maná.
En cada localidad se seleccionaron plantas aparentemente sanas y se recolectó el suelo
adherido a las raíces, aproximadamente a 5 cm de profundidad. Las muestras se
colocaron en recipientes estériles, se ident
ificaron según su localidad de origen y se
trasladaron al laboratorio para su procesamiento.
2.2. Diseño de la investigación
La investigación comprendió dos componentes. El primero fue descriptivo y exploratorio,
destinado al aislamiento, caracterización
morfológica, bioquímica y molecular de las
bacterias rizosféricas. El segundo fue experimental y estuvo orientado a evaluar el
efecto de las cepas seleccionadas sobre la germinación y el crecimiento inicial de
M.
maximus
.
El ensayo
in vitro
se estableció b
ajo un diseño completamente al azar, con cinco
tratamientos: cuatro cepas bacterianas seleccionadas
—
IN210, GA
-
20, LM034 y
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ı
LMA45
—
y un control sin inoculación. Cada tratamiento estuvo conformado por cuatro
repeticiones.
2.3. Aislamiento de bacterias rizos
féricas
Para cada muestra se pesaron 10 g de suelo rizosférico y se suspendieron en 100 mL
de agua destilada estéril, contenidos en matraces Erlenmeyer de 250 mL. Las
suspensiones se agitaron a 150 rpm y 30 °C durante 30 min.
Posteriormente, se
realizaron diluciones decimales seriadas cuando la concentración
microbiana lo requirió. Se sembraron 100 µL de la suspensión o de las diluciones
seleccionadas sobre placas con agar Luria
–
Bertani
—
LB
—
, distribuyendo el inóculo
uniformemente sobre la superf
icie. Las placas se incubaron a 28 ± 2 °C hasta observar
crecimiento bacteriano.
Las colonias con características morfológicas diferenciadas fueron seleccionadas y
purificadas mediante estrías sucesivas en agar LB. Los cultivos puros se codificaron de
acue
rdo con su localidad de procedencia y se conservaron para los análisis posteriores.
El procedimiento original utilizó 10 g de suelo, 100 mL de agua y siembra de 0,1 mL en
agar LB.
2.4. Recuento de bacterias viables
El número de bacterias viables se determ
inó mediante el método de recuento en placa.
Después de la incubación se seleccionaron las placas que presentaron un número
contable de colonias y la concentración bacteriana se calculó mediante la siguiente
expresión:
UFC
mL
donde
corr
espon
de al número de colonias contabilizadas,
al
factor de dilución y
al
volumen sembrado, expresado en mililitros.
Los resultados se expresaron como unidades formadoras de colonias por mililitro UFC
mL
¹
.
2.5. Caracterización morfológica
Los aislados bac
terianos se cultivaron en agar LB y se incubaron a 28 °C durante 48 h.
La caracterización macroscópica se realizó mediante observación directa de colonias
aisladas. Se registraron las siguientes características:
•
Forma: puntiforme, circular o filamentosa.
•
Elevación: plana, elevada o convexa.
•
Borde: entero, ondulado o lobulado.
•
Pigmentación y apariencia superficial de la colonia.
Las características fueron registradas a partir de cultivos puros y bajo las mismas
condiciones de incubación para todos los aislados.
2.6. Caracterización bioquímica
2.6.1. Tinción de Gram
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Se prepararon frotis bacterianos sobre portaobjetos limpios, los
cuales se dejaron secar
y se fijaron con metanol. Posteriormente, se aplicó cristal violeta durante 1 min, seguido
de solución de Lugol. Las preparaciones se decoloraron durante algunos segundos con
una mezcla de alcohol y acetona y se contratiñeron con sa
franina.
Las células que conservaron la coloración violeta se clasificaron como Gram positivas,
mientras que aquellas que presentaron una coloración rosada o rojiza se clasificaron
como Gram negativas.
2.6.2. Actividad catalasa
La actividad catalasa se de
terminó colocando 20 µL de peróxido de hidrógeno al 3 %
sobre un portaobjetos. A continuación, se incorporó una pequeña porción de una colonia
bacteriana fresca de 24 h.
La formación inmediata de burbujas, en un tiempo igual o menor a 10 s, se consideró
un
a reacción positiva. La respuesta se clasificó como fuertemente positiva ++cuando se
produjo una efervescencia intensa, positiva + cuando la efervescencia fue leve y
negativa − cuando no se observaron burbujas. Se realizaron cuatro repeticiones por
aislado
.
2.6.3. Actividad ureasa
La actividad ureasa se evaluó en un medio basal compuesto por tripteína, 1 g L
¹
;
gl
ucosa, 1 g L
¹
;
cloruro de sodio, 5 g L
¹
;
fosfato monopot
á
sico, 2 g L
¹
;
rojo de fenol,
0,0012 g L
¹
;
agar, 15 g L
¹
;
y pH 7,0
±
0,2.
Después de esterilizar el medio basal, se incorporó asépticamente una solución de urea
esterilizada por filtración hasta alcanzar una concentración final de 2 %. Los aislados
fueron inoculados e incubados a 28 °C durante 48 h.
El cambio de coloración del m
edio de amarillo
-
anaranjado a rosado o fucsia se interpretó
como una reacción positiva, debido al incremento del pH generado por la hidrólisis de la
urea. La composición original del medio se encontraba descrita en el informe, aunque
debía incorporarse exp
lícitamente la urea para que el ensayo fuera funcional y
reproducible.
2.6.4. Solubilización de fósforo
La capacidad de solubilización de fósforo se evaluó en un medio sólido compuesto por
sulfato de amonio, 0,5 g L
¹
;
cloruro de potasio, 0,2 g L
¹
;
sulfa
to de magnesio, 0,1 g L
¹
;
sul
fato de manganeso, 0,004 g L
¹
;
cloruro de sodio, 0,2 g L
¹
;
D
-
glucosa, 10 g L
¹
;
sul
fato de hierro, 0,002 g L
¹
;
extracto de levadura, 0,5 g L
¹
;
fosfato de calcio, 0,5 g L
¹
;
f
osfato f
é
rrico, 0,5 g L
¹
;
y agar, 15 g L
¹
.
Los
ai
slados se inocularon por punteo y se incubaron a 28 ± 2 °C durante 48
–
72 h. La
formación de un halo transparente alrededor de la colonia se consideró indicativa de
solubilización de fósforo. Cuando fue posible, la actividad se expresó mediante el índice
de solubilización:
donde
r
epresenta el diámetro de la colonia y
el
diámetro del halo de solubilización.
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2.6.5. Actividad amilásica
Los aislados se inocularon por punteo, utilizando 3 µL de suspensión bacteriana, sobre
agar
nutriente suplementado con 1 % de almidón soluble. Las placas se incubaron a 30
± 2 °C durante 48 h.
Finalizada la incubación, la superficie del medio se cubrió con solución de yodo
-
yoduro
de potasio durante 2 min. La aparición de una zona clara alrededor
de la colonia se
interpretó como actividad amilásica positiva.
El índice de hidrólisis se calculó mediante:
donde
corr
esponde al diámetro total del halo y
al
diámetro de la colonia. La
actividad se clasificó como negativa −, posit
iva + o fuertemente positiva ++.
2.7. Susceptibilidad antimicrobiana
La susceptibilidad antimicrobiana de los aislados se evaluó frente a amoxicilina,
ciprofloxacina, azitromicina, doxiciclina y cloranfenicol. Para ello, se prepararon
suspensiones bacteri
anas a partir de cultivos frescos y se ajustaron a una turbidez
equivalente al patrón 0,5 de McFarland.
Las suspensiones se distribuyeron uniformemente sobre agar Mueller
–
Hinton y se
colocaron discos comerciales de los antibióticos evaluados. Las
placas se incubaron en
posición invertida durante 18
h. Posteriormente, se midió el diámetro de los halos de
inhibición en milímetros.
Los aislados se clasificaron como resistentes −, susceptibles + o altamente susceptibles
++ de acuerdo con los intervalos
de diámetro establecidos para el estudio.
Debe incorporarse en la versión final: la concentración en microgramos de cada disco,
la temperatura exacta de incubación y los intervalos de diámetro utilizados para asignar
−, + y ++. El documento original prese
nta los resultados del antibiograma, pero no
describe estos parámetros metodológicos.
2.8. Selección de cepas bacterianas
La selección de los aislados con potencial promotor del crecimiento vegetal se realizó
considerando su desempeño en las pruebas bioqu
ímicas y fisiológicas. Se priorizaron
los aislados que presentaron actividad catalasa positiva y, al menos, dos respuestas
positivas en las pruebas de ureasa, actividad amilásica y solubilización de fósforo.
También se consideraron la estabilidad del compo
rtamiento bioquímico y los perfiles
diferenciales de susceptibilidad antimicrobiana. Con base en estos criterios se
seleccionaron las cepas IN210, GA
-
20, LM034 y LMA45 para los ensayos de producción
de AIA, tolerancia al pH, cinética de crecimiento, identi
ficación molecular y evaluación
in vitro.
2.9. Producción de ácido indol
-
3
-
acético
La producción de ácido indol
-
3
-
acético AIA se evaluó en las cuatro cepas seleccionadas.
Cada cepa se inoculó en 50 mL de caldo LB suplementado con 0,1 % de DL
-
triptófano.
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S
e emplearon 500 µL de cultivo bacteriano como inóculo y los matraces se incubaron a
30 °C y 180 rpm durante 48 h.
Después de la incubación, los cultivos se centrifugaron a 4 °C durante 10 min. Se
tomaron 2 mL del sobrenadante y se añadieron de dos a tres g
otas de ácido ortofosfórico
y 4 mL de reactivo de Salkowski, preparado con 50 mL de ácido perclórico al 35 % y 1
mL de FeCl
·
6H
O
0,5 M. La mezcla se incub
ó
en oscuridad durante 30 min.
La absorbancia se determinó espectrofotométricamente a 530 nm. La con
centración de
AIA se calculó mediante una curva de calibración elaborada con concentraciones
conocidas de AIA comercial y los resultados se expresaron en mg L
¹
.
S
e incluyó un blanco constituido por caldo LB suplementado con triptófano, sin
inoculación bac
teriana. El ensayo se realizó con repeticiones independientes y los
resultados se expresaron como media ± error estándar.
2.10. Tolerancia a diferentes niveles de pH
La tolerancia al pH se evaluó en las cepas IN210, GA
-
20, LM034 y LMA45. Las cepas
se culti
varon previamente en caldo LB a 28 °C durante 24 h y se ajustaron a una
concentración inicial homogénea.
El caldo LB se ajustó a pH 4, 5, 6 y 7 utilizando HCl 1 M o NaOH 1 M, según
correspondiera. Los medios se esterilizaron a 121 °C durante 15 min y, una
vez
enfriados, fueron inoculados con las suspensiones bacterianas.
Los cultivos se incubaron a 28 °C durante 24 h. Finalizada la incubación, se prepararon
diluciones decimales y se realizó el recuento en agar LB. Los resultados se expresaron
como UFC mL
¹
.
S
e emplearon tres repeticiones independientes por combinaci
ó
n de
cepa y nivel de pH.
La metodología fue ajustada a pH 4, 5, 6 y 7 porque estos son los niveles representados
en la figura y analizados en los resultados del artículo. El informe original menc
ionaba
pH 4, 7 y 10, lo cual no coincidía con los datos presentados.
2.11. Cinética de crecimiento bacteriano
Las cepas seleccionadas se cultivaron individualmente en caldo LB. Los cultivos se
incubaron a 28 °C, bajo agitación constante, durante 24 h.
Se
tomaron alícuotas cada 2 h, desde las 2 hasta las 24 h de incubación. Para cada
tiempo se realizaron diluciones decimales seriadas y se sembraron alícuotas sobre agar
LB. Después de la incubación, se contabilizaron las colonias y el crecimiento se expresó
como UFC mL
¹
.
D
e manera complementaria, la densidad óptica de los cultivos pudo registrarse a 600
nm; sin embargo, las curvas presentadas en el artículo corresponden a recuentos
viables en UFC mL
¹
.
Las curvas se utilizaron para describir las fases de ada
ptaci
ó
n,
crecimiento exponencial, m
á
xima densidad y declive de cada cepa. El informe original
menciona lecturas de OD
,
mientras que la figura del art
í
culo presenta mediciones
cada 2 h expresadas en UFC mL
¹
.
2.12. Identificación molecular
El ADN genómico de las cepas seleccionadas se extrajo mediante el kit comercial
PureLink Genomic DNA
—
Invitrogen
—
, siguiendo las instrucciones del fabricante.
0XOWLGLVFLSOLQDU\&ROODERUDWLYH-RXUQDO
_9RO
_1~P
_
-XO
–
6HS
_
_KWWSVPFMRXUQDOHGLWRULDOGRVRFRP
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SUHVHQWDQVHJ~QORVWUHVSDUiPHWURVHYDOXDGRVIRUPDHOHYDFLyQ\ERUGHWDO
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7
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FRPRILODPHQ
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5HVSHFWRDODHOHYDFLyQVHREVHUYyTXHYDULDVPXHVWUDVSUHVHQWDURQFRORQLDV
FRQYH[DVHVSHFLDOPHQWHHQ,1,1,1,1/0/0
/0/0*$
*$*$*$/
0$\/0$/DPXHVWUD
,1IXHOD~QLFDTXHSUHVHQWyFRORQLDVSODQDVPLHQWUDVTXHRWUDVFRPR
/0$/0$\/0$H[KLELHURQFRORQLDVHOHYDGDV
)LQDOPHQWHHQUHODFLyQFRQHOERUGHGHODVFRORQLDVODPD\RUtDGHODVPXHVWUDV
IXHURQ
FODVLILFDGDVFRPRRQGXODGDVLQFOX\HQGR,1,1,1,1
/0/0/0*$*$
*$/0$\/0$6ROR
DOJXQDVPXHVWUDVFRPR,1/0/0*$/0$\/0$
PRVWUDURQERUGHVHQWHURV\GRVPXHVWUDVFRPR*$\/0$
SUHVHQWDURQ
XQERUGHOREXODGR
(QODUL]RVIHUDODSURGXFFLyQGHHVSHFLHVUHDFWLYDVGHR[tJHQR526HVFRP~Q
\DTXHODVUDtFHVOLEHUDQH[XGDGRV\ORVPLFURRUJDQLVPRVFRPSLWHQ
LQWHQVDPHQWH:DQJ
et al
/DDOWDIUHFXHQFLDGHFDWDODVDSRVLWLYDUHIOH
MD
XQDDGDSWDFLyQEDVDOGHODPD\RUtDGHEDFWHULDVUL]RVIpULFDVSDUDVREUHYLYLUDO
HVWUpVR[LGDWLYR-LDQJ
et al
/DYDULDELOLGDGREVHUYDGDHQODDFWLYLGDG
XUHDVDUHIOHMDXQDDGDSWDFLyQPiVGHSHQGLHQWHGHODGLVSRQLELOLGDGGHQLWUyJHQR
HQHOVXHOR
)HQJ
et al
7DEOD
0RUIRORJtDGHODVEDFWHULDVDLVODGDVGHODUL]RVIHUDHQGLYHUVDV]RQDV
GHUHFROHFFLyQ
,1,$3/D0DUtD*XDVDJDQGD\/D0DQi6HHYDOXDURQWUHV
FDUDFWHUtVWLFDVPRUIROyJLFDVIRUPDHOHYDFLyQ\ERUGHGHODVFRORQLDV
Código
Form
a
Elevación
Borde
Puntiforme
Circular
Filamentosa
Plana
Elevada
Convexa
Entero
Ondulado
Lobulado
IN210
-
+
-
-
-
+
+
-
-
IN032
-
-
+
-
-
+
-
+
-
IN144
-
-
+
+
-
-
-
+
-
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2023). En este caso, el triptófano es transformado en indol
-
3
-
piruvato mediante
una aminotransferasa, luego convertido en indol
-
3
-
acetaldehído y finalmente en
AIA (Huang
et al
. 2025). Otras rutas alternativas incluyen la del indol
-
3
-
acetamida
(IAM) o la de
l ácido indol
-
3
-
acetonitrilo (IAN), que también culminan en la
producción de AIA, aunque son menos frecuentes y dependen tanto de la
especie bacteriana como de las condiciones del suelo (Rocha
et al
. 2024).
Las cepas bacterianas presentaron diferencias sig
nificativas en la producción de
ácido 3
-
indolacético (AIA). La cepa IN210 registró la mayor concentración, con
aproximadamente 40 mg L
¹
,
y fue estad
í
sticamente superior a las dem
á
s. Las
cepas GA
-
20, LM034 y LMA45 produjeron alrededor de 30, 25 y 20 mg L
¹
,
resp
ectivamente, sin diferencias significativas entre ellas. Estos resultados
destacan a IN210 como la cepa con mayor capacidad de s
í
ntesis de AIA y
potencial para promover el crecimiento vegetal.
Figura
1
.
Gráfico que muestra la producción de ácido 3
-
indol acético (AIA) en
diferentes cepas bacterianas aisladas de la rizosfera.
Leyenda.
Las barras representan la concentración de AIA en mg L
¹
p
roducida
por cada cepa, con sus respectivos errores est
á
ndar. Las
letras (a y b) indican
diferencias estad
í
sticas significativas entre las cepas, determinadas mediante el
test de Tukey. La letra (a) corresponde a la cepa con la mayor producci
ó
n de
AIA, mientras que las letras (b) indican las cepas con menores concentrac
iones
de AIA.
3.4.
Tolerancia a diferentes niveles de pH
Las cepas bacterianas mostraron una disminución progresiva del crecimiento
conforme se redujo el pH. La cepa IN210 presentó los mayores recuentos a pH
7, 6 y 5, con aproximadamente 3,0×10⁴,
2,3×10⁴ y 2,1×10⁴ UFC mL
¹
,
resp
ectivamente, diferenci
á
ndose significativamente de las dem
á
s cepas. GA
-
20, LM034 y LMA45 registraron menores valores, especialmente bajo
a
b
b
b
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
IN210
GA-20
LM034
LMA45
Ácido 3
-
indol ácetico mg L
-
1
Cepas
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condiciones
á
cidas. A pH 4, todas las cepas mostraron un crecimiento
pr
á
cticamente nulo
y sin diferencias estad
í
sticas, lo que evidencia una limitada
tolerancia a condiciones de alta acidez.
Las bacterias rizosféricas que producen AIA no solo influyen en el crecimiento
de las plántulas, sino que también cuentan con diversos mecanismos fisiol
ógicos
y bioquímicos que les permiten tolerar condiciones adversas del suelo, como las
fluctuaciones en el pH (Q. Saeed
et al
. 2021). Esta resiliencia es clave para su
supervivencia en entornos variables y para mantener su papel como promotoras
del crecimi
ento vegetal (Ansabayeva
et al
. 2025).
En primer lugar, muchas de estas bacterias poseen sistemas enzimáticos
reguladores del pH, como la ureasa y las descarboxilasas de aminoácidos, que
generan compuestos alcalinos (amonio, aminas, CO
)
capaces de neutral
izar
ambientes ácidos (Gao
et al
. 2021). De esta manera, no solo protegen su propio
metabolismo, sino que también modifican la microzona de la rizosfera, creando
un entorno más favorable para la planta (Sharma
et al
. 2021)
.
Figura
2
.
Crecimiento de diferentes cepas bacterianas (IN210, GA
-
20, LM034 y
LMA45) expresado como unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/mL)
en distintos niveles de pH (7, 6, 5 y 4).
Leyenda.
Las barras representan la media
± error estándar de tres repeticiones
independientes. Letras distintas sobre las barras indican diferencias
significativas entre tratamientos dentro de cada nivel de pH según la prueba de
Tukey (p < 0,05).
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JQ670251.2, NR_119277.1 y CP090028.1, lo que respalda la asignación taxonómica
de las cepas evaluadas.
Tabla
3
.
Resultados de la caracterización molecular de las cepas bacterianas
aisladas de la rizosfera, identificadas mediante la consulta en las bases de datos
NCBI/GenBank.
AISLADO
Identidad (Base de datos NCBI / GenBank)
Código
Nomenclatura
Gen
Cepa
Cobertura
de
consulta
(%)
Identidad
(%)
Número de
acceso
IN210
Azospirillum
lipoferum
16S
NA02
100
100
MT742664.1
LM034
Rhizobium etli
1002
100
100
JQ670251.2
GA
-
20
Klebsiella
oxytoca
ATCC
13182
100
100
NR_119277.1
LMA45
Serratia
marcescens
W051
100
100
CP090028.1
Leyenda.
Se incluye el código de la cepa, la nomenclatura y el gen utilizado para la identificación, así como
la cobertura de consulta y el porcentaje de identidad obtenido en la comparación con las secuencias de
referencia. También se proporciona el número de acc
eso en GenBank para cada secuencia.
Germinación
LQYLWUR
La inoculación bacteriana influyó significativamente en la germinación de las semillas
de pasto
. Serratia marcescens
LMA45 presentó el mayor porcentaje de germinación,
con aproximadamente 85 %, seguida de
Klebsiella oxytoca
GA
-
20 con 78 % y
Azospirillum lipoferum IN210 con 72 %. En contraste,
Rhizobium etli
LM034 y el
control registraron los valores más bajos, con cerca
de 68 % y 65 %,
respectivamente. Estos resultados destacan el potencial de LMA45 y GA
-
20 para
favorecer la germinación de las semillas.
b
c
ab
a
c
0
20
40
60
80
100
IN210
LM034
GA20
LMA45
Control
Germinación (%)
Tratamientos
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Figura
4
.
Efecto de la inoculación con diferentes cepas bacterianas sobre el porcentaje
de germinación (%) en semillas de pasto pre
-
germinado.
Leyenda.
Las barras representan la media ± error estándar. Letras distintas sobre las
barras indican diferencias estadísti
cas significativas entre tratamientos de acuerdo con
la prueba de Tukey (p < 0,05).
Peso fresco
El peso fresco de plántulas de pasto pre
-
germinado
mostró diferencias notables
entre los tratamientos con cepas bacterianas y el control sin inoculación (Figura
8). Los tratamientos
K. oxytoca
GA
-
20, A. lipoferum IN210, R. etli LM034 y S.
marcescens LMA45 presentaron los valores más altos de peso fresco,
con
promedios comprendidos entre 5,8 y 6,5 g, sin diferencias estadísticas
significativas entre sí (p > 0,05).
El grupo control, en contraste, registró un valor
promedio de peso fresco promedio de 3,0 g, significativamente inferior al de los
tratamientos i
noculados (p < 0,05).
Las raíces secretan exudados que tamponan el microambiente y proporcionan
nutrientes que ayudan a las bacterias a resistir condiciones limitantes (Adeniji
et
al
. 2024). En otras palabras, las bacterias no enfrentan las variaciones de pH de
manera aislada, sino en el contexto de un ecosistema donde la planta también
regula la rizosfera (Santoyo
et al
. 2021).
En conjunto, estos mecanismos permiten que las bacteria
s productoras de AIA
no solo sobrevivan, sino que mantengan su actividad promotora en suelos con
condiciones químicas fluctuantes, lo que las convierte en aliadas robustas para
la agricultura sostenible (Futa
et al
. 2024).
Figura 5.
Efecto de la inoculac
ión con diferentes cepas bacterianas sobre el peso
fresco (g) en plántulas de pasto pre
-
germinado.
a
a
a
a
b
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
6,00
7,00
GA-20
IN210
LM034
LMA45
Control
Peso fresco (g)
Tratamientos
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Leyenda.
Las barras representan la media ± error estándar. Letras distintas
sobre las barras indican diferencias estadísticas significativas entre tratamient
os
de acuerdo con la prueba de Tukey (p < 0,05).
4
.
C
onclusiones
Se logró aislar bacterias de la rizosfera de
Megathyrsus maximus
y su tamizaje
bioquímico evidenció un núcleo funcional consistente y heterogeneidad entre
cepas, identificándose candidatas con rasgos compatibles con PGPR. Este
cribado permite priorizar aislamientos con mejores perfiles enzimáticos para
etapas posterior
es.
La identificación por marcadores genéticos permitió asignar taxonomía a los
aislamientos priorizados, confirmando su pertenencia a géneros con potencial
PGPR y aportando trazabilidad para su manejo en colecciones y su futura
transferencia tecnológica.
Esta identificación respalda la validez biológica de los
rasgos observados en el tamizaje.
Contribuciones de los autores:
JPAV: conceptualización, investigación,
recopilación de datos y redacción del borrador original. KGML: procesamiento y
depuración de d
atos, análisis formal, elaboración de tablas y figuras e
interpretación de resultados. KEHM: desarrollo metodológico, ejecución de los
ensayos de laboratorio, caracterización microbiológica y registro de resultados.
KVAI: supervisión, validación metodológi
ca, administración del proyecto y
revisión crítica del manuscrito. CMRT: investigación bibliográfica, apoyo en el
análisis e interpretación de los resultados, revisión y edición del manuscrito.
Financiación:
La presente investigación fue financiada con rec
ursos propios de
los autores y no recibió financiamiento externo.
Agradecimientos:
Los autores expresan su agradecimiento a la Universidad
Técnica Estatal de Quevedo (UTEQ) por el apoyo institucional brindado y al
Ministerio de Educación del Ecuador por la
s becas otorgadas, las cuales
contribuyeron a la formación académica de los autores y al desarrollo de esta
investigación.
Conflicto de intereses:
Los autores declaran que no existen conflictos de
intereses relacionados con la realización, interpretación o
publicación de esta
investigación.
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